Naturvidenskabelig ekskursion med Aarhus Universitet. Tema: alger

Transkript

1 Naturvidenskabelig ekskursion med Aarhus Universitet Tema: alger

2 Indholdsfortegnelse Øvelser i Laboratoriet på Marin økologi... 4 Fyto og zoo plankton... 4 Måling af algers primærproduktion (øvelsesvejledning) Iltanalyse med Winklers metode... 8 Klorofyl a i vand Skibsmålinger Secchimålning Trekantsskrab Måling af profiler med sonde (CTD) (Skibsmålinger)

3 Program for naturvidenskabelig ekskursion med Aarhus Universitet. Vi mødes på Biologisk Institut, Marin Økologi, Finlandsgade 14, 8200 Århus N kl. 08:45. Der er øvelser dels i laboratoriet og dels på miljøskibet Tyrfing. Hold 1 9:00 9:30 Velkomst og intro: seminarrummet: Maja 9:30 10:10 Hold 1a: Fyto og zooplankton (Maja/Lone) Hold 1b: Primærproduktion (Maren) Hold 1c: Klorofyl A (Inge) 10:10 10:50 Hold 1c: Fyto og zooplankton Hold 1a: Primærproduktion Hold 1b: Klorofyl A 10:50 11:30 Hold 1b: Fyto og zooplankton Hold 1c: Primærproduktion Klorofyl A 11:30 12:00: Frokost 12:00 Afgang til Havnen (Torben/Inge) 12:15 15:00 Tur på bugten med miljøskibet Tyrfing CTD, secchimåling, bunddyr. (Torben/Uffe) 15:00 Retur til instituttet (Torben/Inge) Hold 2 9:00 Afgang til havnen (Torben /Inge) 9:15 12:00 Tur på bugten med miljøskibet Tyrfing CTD, secchimåling, bunddyr. (Torben/Uffe) 12:00 Afgang til instituttet (Torben/Inge) 12:15 12:45 Frokost 12:45 13:15 Velkomst og intro: seminarrummet: Maja 13:15 13:55 Hold 2a: Fyto og zooplankton (Maja/Lone) Hold 2b: Primærproduktion (Maren) Hold 2c: Klorofyl A i vand (Inge) 13:55 14:35 Hold 2c: Fyto og zooplankton Hold 2a: Primærproduktion Hold 2b: Klorofyl A 14:35 15:15 Hold 2b: Fyto og zooplankton Hold 2c: Primærproduktion Hold 2a: Klorofyl A i vand Fælles opsamling 15:15 16:00 Faglig opsamling, kage og evaluering i seminarrummet (Maja/Mette) 3

4 Holdinddeling Hold 1a 1b 1c 2a 2b 2c Elever Øvelser i Laboratoriet på Marin Økologi Fyto og zoo plankton Her kigges på planteplankton i sedimenterede, lugolfikserede og levnede netprøver i omvendte mikroskoper samt efter dyreplankton i retvendte mikroskoper. Organismerne identificeres og deres økologi diskuteres. Angiv hvilke organismer du har identificeret i prøven: Art Art Primærproduktion Her måler vi på iltudvikling i en 1) start flaske, en 2) mørke flaske og en 3) lys flaske som er blevet sat op dagen før. Via de tre flasker kan vi beregne en værdi for primærproduktionen i vores prøver. Iltproduktion over døgnet måles ved hjælp af iltsensor eller winkler metoden i det omfang det er muligt og værdier noteres. Til sidst beregner vi brutto primærproduktion ud fra lys (nettoprimærproduktion) og mørke (respiration). Start flasken bruges til at finde det initiale iltindhold i vores prøve. Start flasken er tilsat winkler 1+2 dagen før og titreres på stationen. Derudover vil vi snakke om, hvad der begrænser primærproduktion i de danske farvande. Der skal regnes videre på data derhjemme. Introduktion 4

5 Formålet med eksperimentet er at bestemme primærproduktionen for planteplankton. Når man undersøger et økosystem er det vigtigt at kende størrelsen af planternes primærproduktion, idet denne er fødegrundlag for resten af økosystemets organismer. I vandøkosystemer er det mikroskopiske planteplankton ofte ansvarlig for størstedelen af ny produktion af organisk stof og udgør således disse økosystemers græsgange. Planteplankton danner ved fotosyntese organisk stof (glukose) efter følgende reaktionsligning 6CO 2 + 6H 2 O C 6 H 12 O 6 + 6O 2 Dannelse af organisk stof kan måles direkte eller indirekte ved at analysere forbruget af CO 2 eller dannelsen af O 2. I dette eksperiment bestemmer vi dannelsen af organisk stof indirekte ved at måle iltudviklingen. Planters samlede dannelse af organisk stof ud fra CO 2 kaldes bruttoprimærproduktionen. En del af det organiske stof bruger planterne imidlertid selv ved respiration: C 6 H 12 O 6 + 6O 2 6CO 2 + 6H 2 O Det der er tilbage af bruttoprimærproduktionen (BPP) efter respirationstabet (R) kaldes nettoprimærproduktionen (NPP) og der gælder således følgende sammenhæng: BPP = NPP + R Princippet for at måle primærproduktionen ved iltmetoden er følgende: Tre flasker fyldes med vand med planteplankton. I den ene flaske (I=Initialflasken) måles iltkoncentrationen straks. Den anden flaske (L=Lysflasken) stilles lyst i en passende tidsperiode (t). Den tredje flaske (M=Mørkeflaske) omvikles med alufolie og henstår i sammen tisdinterval som lysflasken. I lysflasken vil der både ske fotosyntese og respiration. Ændringen i iltkoncentrationen i lysflasken svarer således til nettoproduktionen. I mørkeflasken vil der kun ske respiration. Ud fra koncentrationen af ilt i de tre flasker kan primærproduktionen og respirationen beregnes: I M R = t L I NPP = t 5

6 Forsøgsprincip Materialer: Glasflasker med slib (50 ml), alufolie, udstyr til iltmåling med iltsensor eller med Winkler metode i det omfang det er muligt (se vejledning til denne øvelse), vandprøve med planteplankton. Fremgangsmåde: 1. Tre glasflasker fyldes med vandprøven og tilproppes. Der må absolut ikke være luftbobler i flaskerne! 2. Til initialflaskerne (I) tilsættes straks Winklerreagenserne (Winkler I og Winkler II) og tilproppes atter. 3. Den ene af de resterende flasker omvikles med alufolie, så det er helt lystæt, og begge flasker stilles lyst i vandbad i 2 3 timer (t). Eventuelt kan flaskerne nedsænkes på det sted i økosystemet, hvor prøverne blev taget. 4. Når tiden er gået analyseres iltindholdet i alle tre flasker med Winklers metode (se vejledning til denne øvelse). 6

7 Resultatbehandling a) Beregn respiration, nettoprimærproduktion og bruttoprimærproduktion i mg O 2 /liter pr. time b) I kemi har du lært at lave støkiometriske beregninger. Beregn ved hjælp af fotosynteseligningen hvor mange mg sukker (C 6 H 12 O 6 ) der dannes for hver mg ilt. Da en del af jer ikke har haft kemi kan jeg afsløre at der dannes 0,94 mg glukose for hvert mg ilt. c) Omregn værdierne til mg glukose/liter pr. time og indfør resultaterne i resultatskemaet. d) Hvilke fejlkilder kunne der være ved denne metode til produktionsmåling? e) Kunne det tænkes, at andre organismer end algerne bidrager til vandprøvens iltforbrug i den mørke flaske? f) Prøv at beregne glukoseproduktionen i en lille dam på en dag ud fra følgende oplysninger. Dagslængde sættes til 12 timer Dammens størrelse: Længde x Bredde x Dybde = 50m x 25m x 0,5m Resultatskemaer: Initialflaske Lysflaske Mørkeflaske Iltkoncentration (mg O 2 /liter) Forsøgstid= timer 1 mg O 2 = mg glukose Respiration NPP BPP mg O2/L/time mg glukose/l/time Beregning af primærproduktionen (mg glukose pr. dag) Bruttoprimærproduktion: Nettoprimærproduktion: 7

8 Iltanalyse med Winklers metode Introduktion Ilt kan under basiske forhold oxidere Mangan(II) ioner til Mangan(III) ioner. Mangan(III) ioner kan under sure forhold oxidere jodid ioner til frit jod. Den dannede jodmængde kan bestemmes ved titrering med thiosulfationer med stivelse som indikator (giver blåsort farve med jod). Reaktionsligninger: 4Mn 2+ + O 2 + 2H 2 O 4Mn OH 4Mn I 4Mn I 2 2I 2 + 4S 2 O 2 3 4I 2 + 2S 4 O 6 Materialer Prøveflasker (50 ml glasflasker med slib). Til prøveudtagning: vandhenter, pipette (100 ml), hævertslange, eller sprøjte (100 ml). Pipetter på 0,25 ml og 1 ml (alternativt kan anvendes dråbepipetter), 125 ml koniske kolber til titrering, 25 ml buretter, stativer. Winkler I: 40 g Mangan(II)chlorid opløses i ionbyttet vand til 100 ml Winkler II: 30 g NaOH + 15 g KI opløses i ionbyttet vand til 60 ml (husk mærkning ætsende!!) 20% saltsyre (mærkning ætsende!!) 2% stivelsesopløsning: 2g stivelse opløses i 100 ml ionbyttet vand ved forsigtig opvarmning. 0,001 M Natriumthiosulfatopløsning. Fremgangsmåde 1. Prøveudtagning: Det er vigtigt, at vandet, som skal analyseres, ikke kommer i kontakt med atmosfærens ilt. Dette kan gøres ved at overføre prøven til Winklerflaskerne (50 ml glasflasker med slib) ved hjælp af en hævert, en pipette på 100 ml eller en sprøjte på 100 ml. 2. Til overfladen af prøveflasken tilsættes forsigtigt 5 dråber (0,25 ml) Winkler I og 5 dråber Winkler II. Proppen sættes på (ingen luftbobler!!) og bundfaldet blandes ved at vende flasken 10 gange. Inden næste trin skal bundfaldet have sat sig, så der ikke er uklarheder tilbage i den øverste halvdel af flasken. 3. Tilsæt 20 dråber (1 ml) 20% saltsyre til prøveflasken. Påsæt prop og bland ved at vende flasken 19 gange. Al bundfaldet skal gå i opløsning. 8

9 4. Fra prøveflasken udtages nøjagtigt 20 ml prøve med pipette. Prøven titreres med 0,001 M natriumthiosulfatopløsning i 125 ml koniske kolber indtil væsken bliver lysegul. Herefter tilsættes 5 dråber stivelsesopløsning, og titreringen fortsættes indtil opløsningen skifter farve fra blå/lilla til klar. Aflæs det tilsatte rumfang på buretten. Titreringen gentages og gennemsnittet af de to tilsatte rumfang beregnes. Resultatbehandling Iltkoncentrationen (mg O2/Liter) i prøven beregnes ud fra formlen: Hvor: C = koncentration af natriumthiosulfatopløsningen (mol/liter) A = det tilsatte rumfang af thiosulfatopløsningen (ml) V = prøverumfanget (ml) Flaske V (ml) A (ml) Iltkoncentration (mg/l) Lys Mørke 9

10 Klorofyl A i vand Vi filtrerer vand for at få en fornemmelse af, at algerne er der, selv om vandet er helt klart at se på. Laboranten gennemgår metoden til bestemmelse af mængden af klorofyl (både praktisk udførelse samt udregning). Der snakkes om, hvad klorofyl er og hvordan det virker. Der skal regnes videre på data derhjemme. Indledning Indholdet af klorofyl i en vandprøve anvendes i mange undersøgelser som et mål for biomassen af fytoplankton. Klorofylkoncentrationen i fytoplankton afhænger bl.a. af artsammensætningen, hvorfor man ikke direkte kan omsætte en given klorofylkoncentration til biomasse i g C l 1 eller g frisk biomasse l 1. Mængden og artssammensætningen af fytoplanktonpopulationen påvirkes af lys, temperatur, salinitet og næringssalttilførsel. Der kan derfor være en betydelig variation både i tid og rum i vandmassernes klorofylindhold. Metoden er baseret på ekstraktion af fytoplanktonalgernes klorofylindhold med ethanol. Algerne frafiltreres vandet, og ekstraktionen foretages på de tilbageholdte alger. Ekstraktets absorbans bestemmes spektrofotometrisk. Prøvetagning Repræsentative vandprøver udtages med en vandhenter. Afhængig af fytoplanktonmængden i vandprøven udtages 2 til 10 liter. Undgå direkte sollys ved prøveudtagning, transport og filtrering, idet UV bestråling resulterer i nedbrydning af klorofyl a. Vandprøverne filtreres så hurtigt som muligt efter prøvetagningen, især hvis der er meget zooplankton i prøven, idet græsning fra zooplankton kan reducere klorofylindholdet betydeligt. Såfremt filtreringen ikke kan foretages umiddelbart efter prøvetagningen, skal prøveflaskerne opbevares mørkt og koldt for at mindske den biologiske aktivitet. Filtreringen skal dog i alle tilfælde foretages senest 24 timer efter prøvetagningen. Fremgangsmåde 1. Før udtagning af delprøve til filtrering omrystes vandprøven grundigt. 2. Et passende vandvolumen filtreres gennem et GF/C filter. Vandmængden afpasses så filteret efter filtrering har en tydelig grøn eller brunlig farve (0.5 2 liter). Filtrer ikke så langsomt, at algerne sætter sig på tragtens sider. Et for kraftigt vakuum medfører på den anden side, at cellerne ødelægges og delvis går gennem filteret. Undertrykket må ikke overstige 30 kpa (ca. 0,3 bar). Filtreringstiden må ikke overstige 1/2 time. 3. Filteret suges så tørt som muligt. Filteret rulles forsigtigt sammen, med algeside indad, og placeres i et reagensglas 4. Tilsæt 5,00 ml 96% ethanol med en pipetman, og glasset lukkes. Placer glasset i et reagensglasstativ. Prøverne sættes mørkt (hele stativet dækket af f.eks. staniol). 5. Stativet placeres i ultralydsbad og ekstraherer i 10 minutter. Der skal være så meget vand i badet at ethanolen er dækket. PUT IKKE FINGRENE I BADET, MENS DET ER TÆNDT! 6. Efter ekstraktion rystes reagensglassene grundigt på reagensglasryster. 10

11 7. Ved hjælp af en pincet trykkes filteret ned i bunden af reagensglasset. 8. Centrifuger prøverne i ca. 10 minutter. 9. Absorbansen måles i 1-cm kuvette ved 750 nm og ved klorofylets absorptionsmaksimum 665 nm og ved 480 nm. Som reference anvendes 96 % ethanol. Absorbansen ved 665 nm skal ligge mellem 0.05 og 0,8. Hvis absorbansen er >0,8 skal prøven fortyndes inden måling. Absorbansen ved 750 nm skal være mindre end 0,01. Beregning ( Abs665 Abs750 ) E 10 Klorofyl a = 83.4 V Resultatet er angivet i ug/l 3 hvor: E = volumen af ekstraktionsmidlet (ml) 83.4 = absorptionskoefficient for klorofyl i ethanol (l g 1 cm 1 ) V = volumen af den filtrerede vandmængde (liter) Abs 665 = absorbansen ved 665 nm (cm 1 ) Abs 750 = absorbansen ved 750 nm (cm 1 ) Resultatet angives som µg L 1 og opgives med to betydende cifre. Er absorbansen Abs 665 mindre end angives klorofylkoncentrationen som mindre end (<) den koncentration, som svarer til en Abs 665 på Omregning af klorofyl a til C (mg/l) beregnes ved at multiplicere klorofylværdierne med en faktor mellem 15 og 85. For Århus Bugt området ganges med en faktor 30 Hvis forholdet mellem absorbansen ved 480 nm og 665 nm er større end 2 er det et tegn på at algerne har været næringsbegrænset: Abs Abs Abs Abs , hvor Abs 750 trækkes fra da dette er baggrunden. Carotenoider absorberer lys ved 480 nm hvorimod klorofyl absorberer lys ved både 480 nm og 665 nm. 11

12 Interferencer Andre pigmenter absorberer i det samme område som klorofyl a. Tilstedeværelse af klorofyl b fra øjealger og grønalger i ekstraktet kan medføre en overestimering af klorofyl a på 3 9% (DS 2201, 1986). Der findes metoder, hvor der korrigeres for klorofyl b (se Søndergaard & Rieman, 1979). Interferens fra klorofyl c er minimal, idet absorptionsmaksimum for klorofyl c ligger langt fra klorofyl a, hvorimod interferensen fra eventuelle klorofylderivater (nedbrydningsprodukterne klorofyllide a, feofytin a og feoforbide a) kan være betydelig (DS 2201, 1986). Også visse typer af bakterieklorofyl (grønne svovlbakterier), der kan forekomme i grænseområdet mod anoksisk vand, absorberer lys ved 665 nm. Klorofyl fra svovlbakterier og purpurbakterier kan forårsage unormalt høj absorbans ved 750 nm. I sådanne tilfælde bliver bestemmelsen forkert (DS 2201, 1986). Andre metoder De fleste andre metoder der anvendes til bestemmelse af klorofyl er ligeledes baseret på ekstraktion af pigmenter med et organisk opløsningsmiddel og efterfølgende spektrofotometrisk bestemmelse af ekstraktets absorbans. Traditionelt har acetone været det mest almindeligt anvendte ekstraktionsmiddel, men ekstraktionseffektiviteten er lav for grønalger og blågrønalger. I stedet kan anvendes methanol, der ekstraherer klorofyl mere effektivt fra disse algegrupper (Tett et al., 1975; Sand Jensen, 1976; Holm Hansen & Riemann, 1978; Riemann, 1978). I nyere undersøgelser anvendes ofte N,N dimethylforamide (DMF), der meget effektivt ekstraherer klorofyl fra intakt plantemateriale (Inskeep & Bloom, 1985). De ekstraherede pigmenter kan adskilles kromatografisk, f.eks. ved papirkromatografi (Søndergaard & Rieman, 1979), tyndlagskromatografi eller HPLC (High Pressure Liquid Cromatography). Referencer Anonym (1977). Limnologisk Metodik. - Københavns Universitet, Ferskvandbiologisk Laboratorium, Akademisk Forlag. DS-2201 (1986). Vandundersøgelse: Klorofyl a. Spektrofotometrisk måling i ethanolekstrakt. Dansk Standard, Dansk Standardiseringsråd, København. Greenberg, A.E., L.S. Clesceri & A.D. Eaton (eds.) (1992): Standard methods for the examination of water and wastewater. - American Public Health Association, 18th edition. Golterman, H.L. (1969). Methods for chemical analysis of fresh waters. IBP Handbook No 8, Third Printing, Blackwell Scientific Publications, Oxford and Edinburgh. Holm-Hansen, O. & Riemann, B. (1978). Chlorophyll a determination: improvements in methodology. Oikos, 30: Inskeep, W.P. & Bloom, P.R. (1985). Extinction coefficients of Chlorophyll a and b in N,N-Dimethylforamide and 80% acetone. Plant Physiol., 77: Mackereth, F.J.H, Heron, J. & Talling, J.F. (1978). Water analysis. - Freshwater Biological Association, Scientific Publication No. 36. Riemann, B. (1978). Absorption coefficients for chlorophylls a and b in methanol and a comment on interference of chlorophyll b in determinations of chlorophyll a. Vatten, 3/78: Sand-Jensen, K. (1976). A comparison of chlorophyll a determinations of unstored and stored plankton filters extracted by methanol and acetone. Vatten, 4: Schierup, H.-H. & Jensen, A. (1981). Vejledning i kemisk og fysisk analyse af jordprøver og plantemateriale. Botanisk Institut, Aarhus Universitet. Strickland, J.D.H. & T.R. Parsons, (1968): A Practical Handbook of Seawater Analysis. - Fish. Res Bd. Can.,

13 Stumm, W. & Morgan, J.J. (1981). Aquatic chemistry. An introduction emphasizing chemical equilibria in Natural Waters. 2nd Edition. John Wiley & Sons, New York. Søndergaard, M. & Riemann, B. (1979). Ferskvandsbiologiske analysemetoder. Akademisk Forlag, København. Tett, P., Kelly, M.G. & Hornberger, G.M. (1975). A method for the spectrophotometric measurement of chlorophyll a and pheophytin a in benthic microalgae. Limnol. Oceanogr., 20: Wetzel, R.G. & G.E. Likens (1979). Limnological analyses. - W.B. Saunders Company, Philadelphia. Winberg, G.G. et al. (1971). Symbols, units and conversion factors in studies of freshwater productivity. - IBP Central Office, London Skibsmålinger Vi sejler ud på bugten og tager prøver på et stenrev med en trekantskraber. Vi ser på dyrene og diskuterer kort deres økologi. Vi måler alle secchidybden. Vi laver en CTD måling og ser på lysdæmpningen og fordelingen af alger i vandsøjlen. Der udleveres data og data skal plottes derhjemme. Secchimålning En hvid plastikskive på 30 cm i diameter med et lod på undersiden. Under skiven bør der være en krog til fastgørelse af ekstra lodder. Skiven skal være ophængt i en line eller wire med 10 cm inddeling som ikke kan strække sig. En vandkikkert kan evt. benyttes. Selve målingen udføres ved at skiven sænkes ned til den forsvinder, og derefter trækkes op til den netop er synlig. Målingen skal foretages i dagslys, og på den side af båden som vender væk fra solen for at undgå reflekser fra havoverfladen. Loddet på undersiden skal være tungt nok til at holde linen lodret. I stærk strøm kan det være nødvendigt at hænge ekstra lodder under skiven. Målingen kan foretages med eller uden vandkikkert. Begge dele er i princippet korrekt, da sigtdybden er et relativt mål. Anvendelse af vandkikkert øger sigtdybden noget, og det er derfor vigtigt at følge samme procedure hver gang, og at angive hvordan målingen er lavet. Sigtedybde uden vandkikkert : m Sigtedybde med vandkikkert: m Hvilke faktorer har indflydelse på sigtdybden? 13

14 Trekantsskrab Vi skal se på biodiversiteten på havet bund. Du skal angive mindst 10 dyrearter som vi har fundet. Både deres latinske og danske navne skal angives. Art Dansk navn Art Latinsk navn Måling af profiler med sonde (CTD) (Skibsmålinger) De første sonder som blev udviklet til oceanografisk brug målte de tre centrale parametre C = konduktivitet, T = Temperatur og D = Dybde. CTD er derfor et synonym for en sonde, men de fleste moderne sonder er som regel forsynet med flere sensorer. Konduktivitet, temperatur, fluorescens, lyssvækkelse og ilt måles som profiler ned gennem vandsøjlen fra overflade til bund. Konduktivitet (ledningsevne) Sensoren måler konduktiviteten (induktivt) i et afgrænset hulrum i konduktivitetscellen. Konduktiviteten (ledningsevnen) i sig selv anvendes ikke, men bruges sammen med temperaturen til beregning af vandets salinitet. Saliniteten angives nu om dage som et forhold mellem ledningsevnen af den aktuelle vandprøve og ledningsevnen af en KCl standard. Da den således er et forholdstal, har den ingen enhed. Man kan dog se saliniteten opgivet som psu (practical salinity units) i promille. Temperatur Måles normalt med et termoelement med føler af platin indstøbt i glas. 14

15 Dybde Dybdemåleren er en trykmåler. Trykket kompenseres for lufttrykket (barometerstanden). Flourescens Flouremeteret kan næppe betegnes som en sensor, men er et selvstændigt instrument. Det kobles dog ofte til en sonde af hensyn til samtidighed i målingerne, dataopsamling og dybdemåling. Flouremetre var oprindelig store og temmelig klodsede laboratorie instrumenter. Udvikling af stadig mindre pladskrævende elektronik og optik har gjort, at instrumentet efterhånden blev brugbart i felten. Selve måleprincippet er, at man belyser vandet med uv lys (eksitations lys), som absorberes effektivt af algepigmenter. Noget af den absorberede lysenergi (1 6 %) udsendes som lys ved en højere bølgelængde (emissions lys), og man måler derfor fluorescenssignalet i det røde område. Ekscitations og emissionsfiltrene kan have forskellig båndbredde, men den maksimal følsomhed for ekscitationslys ligger mellem 430 og 440 nm, og emissionen sker omkring 685 nm. Større båndbredde giver et kraftigere signal men også større interferens fra fluorescens fra andre stoffer og fra baggrundslys. Algepigmenter afleder absorberet lys som varme, ved fotosyntese og ved fluorescens. Da den absorberede mængde lys er afhængig af koncentrationen af pigmenter i vandet, vil fluorescensen også afspejle pigment koncentrationen og dermed fytoplankton biomassen. Det er dog vigtigt at gøre sig klart, at der er en række forhold som påvirker fluorescensen pr. algebiomasse eller pigment enhed. Et fluorescens signal kan derfor ikke direkte omsættes til en pigment koncentration. Fluorescens signalet pr. klorofyl enhed (F Chl ) afhænger at en række forhold. Celler med lavt klorofyl indhold har et højt F Chl, fordi de enkelte pigmentmolekyler kun skygger lidt for hinanden inde i cellen. Så absorberes der meget lys pr. pigmentmolekyle og den udsendte fluorescens bliver i mindre grad absorberet af pigmenter på vej ud af cellen. Celler hvor fotosyntese eller vækst er hæmmet af næringssaltmangel har også et højt F Chl signal, fordi fotosyntesen ikke kan aflede den absorberede lysenergi, som derfor i højere grad udsendes som fluorescens. Celler hvor fotosyntese apparatet er skadet af højt lys (fotoinhibering) kan også have er højt F Chl signal. Disse forhold er ofte karakteristiske for fytoplankton populationer nær overfladen. Omvendt har fytoplankton, som lever dybt i vandsøjlen, ofte et højt indhold af pigmenter pr. celle og et velfungerende fotosyntese apparat, og derfor ofte et lavt F Chl signal. Omsætningen fra fluorescens til cellebiomasse (kulstof eller antal) er endnu mere kompliceret, da indholdet af pigmenter pr. celle varierer mellem populationer. Lyssvækkelse Lyssvækkelsen bestemmes ved at måle lyset i flere dybder, og beregne lyssvækkelseskoefficient (K d ) som har enheden m 1 (naturlig logaritme enheder). Ud fra K d kan man beregne lysets nedtrængning relativt til overfladeindstrålingen, f.eks. som procent overfladelys (%OL) for en given dybde. Ilt Elektrokemisk metode (Clark iltelektrode) En iltelektrode består af en katode og en anode i en elektrolyt adskilt fra vandet, hvor iltindholdet skal måles, ved hjælp af en ilt permeabel membran. Elektroden udnytter reduktionen af ilt ved katoden, og den resulterende strøm registreres. 15

16 Strømmen er direkte proportional med hastigheden af ilttransporten gennem membran og elektrolyt, og dermed til partialtrykket af ilt i vandet ved den givne temperatur og salinitet. Membranens permeabilitet varierer stærkt med temperaturen, og temperatur kompensation er nødvendig. De fleste moderne instrumenter kompenserer automatisk for temperaturvariationer. Iltelektroden skal være tilsluttet et CTD system med tilhørende PC program, som ud fra det målte partialtryk af ilt med tilhørende temperatur og salinitet beregner iltkoncentrationen i % mætning og i mg O 2 /l. Hvad skal der ske i felten Sonden køres langsomt ned gennem vandsøjlen mens data opsamles automatisk og lagres på computer. Der udtages vandprøver til bestemmelse af klorofyl koncentration (3*3 liter). Resultaterne udskrives og gemmes desuden på usb enhed. Vi ser på lysdæmpningen og fordelingen af alger i vandsøjlen. Data udleveres og skal plottes derhjemme. Herefter skal du beskrive kurverne og forklare dem! 16