PLATELIA CMV IgM 1 plade 96 72811 KVALITATIV PÅVISNING AF IgM-ANTISTOFFER MOD CYTOMEGALOVIRUS I HUMANT SERUM ELLER PLASMA VED ENZYMIMMUNANALYSE 881139 2013/11 1. FORMÅL Platelia CMV IgM er en immunanalyse, der anvender specifik antistofbinding til kvalitativ påvisning af IgM-antistoffer mod cytomegalovirus i humant serum eller plasma. 2. KLINISK VÆRDI Humant cytomegalovirus (CMV) er et virus, som findes overalt i alle geografiske områder af verden samt i alle socioøkonomiske grupper. CMV tilhører herpesvirusfamilien og overføres via biologiske væsker ved nærkontakt mellem personer (urin, spyt, modermælk, blod, tårer, sæd og vaginalsekreter). Efter infektion kan CMV forblive latent i kroppen på smittede personer i flere år og kan så reaktiveres og forårsage tilbagevendende infektioner med risiko for overførsel til andre personer. Primær infektion finder sted ad forskellige overførselsveje og på forskellige tidspunkter i livet (kongenit infektion, postnatal infektion). Efter latensfasen kan sekundær infektion ske enten via reinfektion med et eksogent virus eller via reaktivering af det latente virus. 50 til 85 % af befolkningen smittes inden voksenalderen, men de fleste infektioner er uden symptomer. Kun 2 % af patienterne har atypiske symptomer såsom feber, slaphed, muskel- eller ledsmerter. CMV-infektionen kan dog være alvorlig, hvis den rammer gravide kvinder, nyfødte eller personer med nedsat immunforsvar. Under graviditeten smittes 1 til 3 % af kvinderne med CMV, og overførsel til fosteret gennem placenta ses hos 40 til 50 % af patienterne. 95 % af fosterinfektionerne er asymptomatiske, men i 5 % af tilfældene er komplikationerne meget alvorlige: hepatosplenomegali, mikrocefali, hydrocephalus, præmaturitet, psykomotorisk udviklingshæmning og fosterdød. I 10 % af de asymptomatiske infektionstilfælde får de nyfødte senfølger som hel eller delvis døvhed eller blindhed. Hos patienter med nedsat immunforsvar (AIDS-patienter, organtransplanterede, patienter med lymfoproliferativ sygdom eller cancer) knytter de alvorlige komplikationer sig til en dissemineret og/eller visceral infektion: splenomegali, chorioretinitis, hepatitis, pneumoni, myocarditis, encephalitis. Infektionen kan være letal for disse patienter. Få uger efter smitte med CMV fører immunresponsen til fremkomsten af specifikke IgM-antistoffer, hvilket nogle dage senere følges af fremkomsten af specifikke IgG-antistoffer. Den serologiske diagnosticering af CMV-infektion vises ved en serokonversion eller en markant stigning i IgG-antistoftiter. Påvisning af specifikke IgM-antistoffer mod CMV er nyttig til at bekræfte diagnosen primær og kongenit CMV-infektion. 3. PRINCIP Platelia CMV IgM er en kvalitativ test til påvisning af IgM-antistoffer mod cytomegalovirus i humant serum eller plasma via enzymimmunanalyse med binding af IgM på den faste fase. Den faste fase (brønde i mikropladen) er belagt med anti-humane µ-kæde-antistoffer. En blanding af CMV-antigen og monoklonalt anti-cmv-antistof mærket med peroxydase anvendes som konjugat. Testen omfatter følgende trin: Trin 1 Patientr, kalibrator og kontroller fortyndes 1/21 og fordeles derpå i brøndene på mikropladen. Der inkuberes i 1 time ved 37 C, hvorunder IgM-antistofferne i n binder sig til belægningen med anti-µ-antistoffer i mikropladebrøndene. Efter inkubation fjernes IgG og andre serumproteiner ved vask. Trin 2 Konjugatet (blanding af CMV-antigen og anti-cmv-antistof mærket med peroxydase) tilføjes til mikropladebrøndene. Der inkuberes i 1 time ved 37 C, hvorunder konjugatet binder sig til de specifikke IgM-antistoffer mod CMV, der er coatet på mikropladen. Efter endt inkubation fjernes det ubundne konjugat ved vask. Trin 3 Tilstedeværelsen af immunkomplekser (anti-humane µ-kæder/igm anti-cmv/cmv-antigen/monoklonalt anti-cmv-antistof mærket med peroxydase) påvises ved tilsætning af et farveudviklende enzymsubstrat i hver brønd. Trin 4 Efter inkubation ved stuetemperatur (+18-30 C) standses enzymreaktionen ved tilsætning af 1N-svovlsyreopløsning. Den aflæsning af optisk densitet, der opnås med et spektrofotometer indstillet til 450/620 nm, er proportional med mængden af IgMantistoffer mod CMV i n.
4. PRODUKTOPLYSNINGER De leverede reagensmængder er afpasset, så de muliggør 96 test. Alle reagenser er udelukkende beregnet til in vitrodiagnosticering. Mærkning Reagenstype Præsentation R1 Microplate Mikroplade (brugsklar) 12 strimler med 8 aftagelige brønde, som er coatet med antihumane µ-kæder R2 Concentrated Washing Solution (20x) Koncentreret vaskeopløsning (20x) Tris-NaCl-buffer (ph 7,4), 2 % Tween 20 Konserveringsmiddel: 0,04 % ProClin 300 R3 Negative Control Negativ kontrol Humant serum negativt for IgM-antistoffer mod CMV og negativt for HBs-antigen, anti-hiv1, anti-hiv2 og anti-hcv Konserveringsmiddel: 0,15 % ProClin 300 R4 Calibrator Kalibrator Humant serum reaktivt for IgM-antistoffer mod CMV og negativt for HBs-antigen, anti-hiv1, anti-hiv2 og anti-hcv Konserveringsmiddel: 0,15 % ProClin 300 R5 Positive Control Positiv kontrol Humant serum reaktivt for IgM-antistoffer mod CMV og negativt for HBs-antigen, anti-hiv1, anti-hiv2 og anti-hcv Konserveringsmiddel: 0,15 % ProClin 300 R6a Antigen CMV-antigen Frysetørret CMV-antigen R6b Conjugate (101x) Konserveringsmiddel: 0,1 % ProClin 300 Konjugat (101x) Murint monoklonalt anti-cmv-antistof mærket med peroxydase Konserveringsmiddel: 0,16 % ProClin 300 R7 Diluent Fortynder til r og konjugat (brugsklar) Tris-NaCl-buffer, serum fra kalvefostre, serum fra geder, IgG fra mus, fenolrød Konserveringsmiddel: 0,15 % ProClin 300 R9 Chromogen TMB Kromogen (brugsklar) 3,3,5,5 tetramethylbenzidin (< 0,1 %), H 2 O 2 (<1 %) R10 Stopping Solution Stopopløsning (brugsklar) 1N-svovlsyreopløsning 1 1 x 70 ml 1 x 0,75 ml 1 x 0,75 ml 1 x 0,75 ml 6 x q.s. 4,5 ml 1 x 0,4 ml 1 x 80 ml 1 x 28 ml 1 x 28 ml Opbevaringsbetingelser og udløbsdato fremgår af æsken. 5. ADVARSLER OG FORHOLDSREGLER Resultaternes pålidelighed afhænger af korrekt implementering af følgende regler for god laboratoriepraksis: Brug ikke reagenser efter udløbsdatoen. Undgå sammenblanding eller nogen form for forbindelse mellem reagenser fra forskellige partier i samme kørsel. BEMÆRK: Det gælder for vaskeopløsning (R2, etiketidentifikation: 20x, grøn), kromogen (R9, etiketidentifikation: TMB, turkisfarvet) og stopopløsning (R10, etiketidentifikation: 1N, rød), at det er muligt at anvende andre partier end de indeholdte i dette sæt under forudsætning af, at reagenserne er fuldstændig tilsvarende, og at samme parti anvendes i hele kørslen. BEMÆRK: Desuden kan vaskeopløsningen (R2 identificiret 20x med grøn skrift på etiketten) blandes med en af de to andre vaskeopløsninger indeholdt i de forskellige Bio-Rad reagenskit (R2 identificiret 10x med blå skrift eller 10x med orangefarvet skrift på etiketten), når de rekonstitueres korrekt og på betingelse af at der kun bruges én blanding til et bestemt testforløb. Vent 30 minutter før brug, så reagenserne kan stabilisere sig ved stuetemperatur (+18-30 C). Rekonstituér eller fortynd reagenserne forsigtigt for at undgå kontaminering. Undgå at udføre testen i nærheden af reaktive dampe (syre, alkaliske dampe og aldehyddampe) eller støv, der kan påvirke konjugatets enzymaktivitet. Benyt engangsmateriale, eller hvis dette ikke er muligt, udstyr af glas, som er vasket grundigt og skyllet med deioniseret vand.
Grundig vask af mikropladen er et afgørende trin i proceduren: Udfør det anbefalede antal vaske, og sørg for, at alle brønde bliver helt fyldt og derefter helt tømt. Ukorrekt vask kan føre til unøjagtige resultater. Undgå, at mikropladen bliver tør mellem vaskene og fordelingen af reagenserne. Benyt aldrig den samme beholder til at fordele konjugatet og enzymsubstratet. Enzymreaktionen er meget følsom over for metaller eller metalioner. Undgå derfor, at metalelementer kommer i berøring med de forskellige opløsninger med konjugat eller kromogen. Kromogenopløsningen (R9) bør være farveløs. Hvis farven bliver blå, kan reagenset ikke anvendes og skal udskiftes. Anvend en ny pipettespids til hver. Kontrollér, at pipetterne og andet udstyr er i orden og fungerer korrekt. Sundheds- og sikkerhedsmæssige forholdsregler Materiale af human oprindelse, der er brugt til forberedelse af reagenser, er blevet testet og fundet ikke-reaktivt over for hepatitis B-overfladeantigen (HBsAg), antistoffer mod hepatitis C-virus (anti-hcv) samt antistoffer mod HIV 1 og HIV 2. Eftersom ingen metode kan give fuld garanti for fravær af smitsomme stoffer, skal reagenser af human oprindelse og patientr håndteres som potentielt smittefarlige. Alt materiale, herunder vaskeopløsninger, der kommer i direkte kontakt med r og reagenser, som indeholder materiale af human oprindelse, skal betragtes som potentielt smittefarligt. Brug engangshandsker ved håndtering af r og reagenser. Undlad at pipettere med munden. Undgå at spilde r eller opløsninger, der indeholder. Spildte materialer skal skylles af med blegemiddel i en opløsning på 10 %. Ved spild af syre skal syren først neutraliseres med natriumbikarbonat. Derefter skal der foretages rengøring med blegemiddel i en 10 %-opløsning og aftørring med sugende papir. Det materiale, der anvendes til rengøringen, skal bortskaffes i en beholder til kontamineret affald. Patientr, reagenser med materiale af human oprindelse samt kontaminerede materialer og produkter skal dekontamineres før bortskaffelse: - enten ved nedsænkning i blegemiddel med en endelig koncentration på 5 % natriumhypoklorit i 30 minutter - eller ved autoklavering ved 121 C i mindst to timer. ADVARSEL: Benyt ikke opløsninger, der indeholder natriumhypoklorit, i autoklaven. Undgå, at reagenserne kommer i kontakt med huden eller slimhinderne. Dette gælder også for de reagenser, der anses for ufarlige. Kemiske og biologiske rester skal håndteres og bortskaffes i henhold til god laboratoriepraksis. Alle reagenser i sættet er udelukkende beregnet til in vitro-diagnosticering. Se piktogrammet(merne), som er angivet på mærkaterne, og informationerne sidst i brugsanvisningen i forbindelse med farer og forholdsregler for kemiske komponenter i dette testsæt. Sikkerhedsdatabladet kan findes på www.bio-rad.com. 6. PRØVETAGNING, FORBEREDELSE OG OPBEVARING 1. Serum og plasma (EDTA, heparin eller citrat) anbefales som typer. 2. Bemærk følgende anbefalinger for håndtering, behandling og opbevaring af blodr: Tag alle blodr under overholdelse af de generelle forholdsregler vedrørende venepunktur. Lad serumr koagulere fuldstændigt, før de centrifugeres. Sørg for, at glassene altid holdes lukkede. Adskil serummet eller plasmaet fra koaglet eller de røde blodlegemer i et tæt tillukket opbevaringsglas efter centrifugeringen. Prøverne kan opbevares ved +2-8 C, hvis testen udføres inden for 7 dage. Hvis testen ikke udføres inden for 7 dage, eller hvis rne skal transporteres, skal de nedfryses til mindst -20 C. Prøver, der har været optøet mere end fem gange, må ikke anvendes. Tidligere nedfrosne r bør omrøres grundigt (Vortex) efter optøning, før testen udføres. 3. Prøver, der indeholder op til 90 g/l albumin eller 100 mg/l ukonjugeret bilirubin, lipæmiske r, der indeholder, hvad der svarer til 36 g/l triolein (triglycerid), og hæmolyserede r, der indeholder op til 10 g/l hæmoglobin, påvirker ikke resultaterne. 4. Prøverne må ikke opvarmes.
7. ANALYSEPROCEDURE 7.1 Påkrævede materialer, der ikke medfølger Vortex-mixer. Mikropladelæser med filtre på 450 nm og 620 nm (*). Mikropladeinkubator, termostatindstillet til 37±1 C (*). Automatisk, halvautomatisk eller manuel mikropladevasker (*). Sterilt destilleret eller deioniseret vand. Engangshandsker. Beskyttelsesbriller. Sugende papir. Automatiske eller halvautomatiske, justerbare eller forudindstillede pipetter eller multipipetter til udmåling og dispensering af 10 1000 µl samt 1, 2 og 10 ml. Måleglas med en volumen på 25 ml, 50 ml, 100 ml og 1000 ml. Natriumhypoklorit (blegemiddel) og natriumbikarbonat. Beholder til biologisk farligt affald. Engangsreagensglas. (*) Kontakt vores tekniske afdeling for at få detaljerede oplysninger om det anbefalede udstyr. 7.2 Rekonstituering af reagenser R1: Lad mikropladen henstå ved stuetemperatur i 30 minutter (+18-30 C), før posen åbnes. Tag transportbakken ud, læg straks ubrugte teststrimler tilbage i posen, og kontrollér, at posen indeholder tørremiddel. Forsegl posen omhyggeligt, og opbevar den ved +2 8 C. R2: Fortynd vaskeopløsningen R2 i destilleret vand i forholdet 1:20, fx 50 ml R2 og 950 ml destilleret vand, for at få den brugsklare vaskeopløsning. Klargør 350 ml fortyndet vaskeopløsning til én plade med 12 strimler, hvis der foretages manuel vask. R3, R4, R5: Fortynd reagenserne i forholdet 1:21 med fortynderen R7 (fx 15 µl kalibrator eller kontrol + 300 µl R7). R6a: CMV-antigenet er frysetørret. Til kørsel af 2 teststrimler rekonstitueres 1 flaske frysetørret antigen ved at tilsætte 4,5 ml fortynder (R7). Bland grundigt. Antigenopløsningen (R6a+R7) skal være helt klar efter fortynding. R6 (R6a+R6b) Konjugat-arbejdsopløsning: Tilsæt 45 µl konjugat (R6b) til hver flaske med rekonstitueret CMVantigen (fortyndet R6a). Bland grundigt. Det konjugat-arbejdsopløsningen skal anvendes straks efter rekonstituering. 7.3 Opbevaring og validitet af åbne og/eller rekonstituerede reagenser Sættet skal opbevares ved +2-8 C. Hvis opbevaring sker ved +2-8 C før åbning, kan hver komponent anvendes frem til udløbsdatoen, der fremgår af yderetiketten på sættet. R1: Efter åbning er strimlerne stabile i op til 8 uger, hvis de opbevares ved +2-8 C i den samme omhyggeligt lukkede pose (kontrollér, at posen indeholder tørremiddel). R2: Efter fortynding kan vaskeopløsningen gemmes i 2 uger ved +2 30 C. Når den koncentrerede vaskeopløsning opbevares ved +2 30 C, er den stabil indtil udløbsdatoen på etiketten, forudsat der ikke forekommer kontamination. R3, R4, R5, R6b, R7: Efter åbning og uden kontamination er reagenserne stabile i op til 8 uger ved opbevaring ved +2-8 C. R6 (R6a+R6b): Efter rekonstituering er konjugat-arbejdsopløsningen skal anvendes straks. R9: Efter åbning og uden kontamination er reagenset stabilt i op til 8 uger ved opbevaring ved +2-8 C. R10: Efter åbning og uden kontamination er reagenset stabilt indtil den angivne udløbsdato på etiketten ved opbevaring ved +2-8 C.
7.4 Procedure Følg analyseproceduren og reglerne for god laboratoriepraksis nøje. Lad reagenserne stabilisere sig ved stuetemperatur (+18-30 C), før de anvendes. Anvendelse af aftagelige brønde kræver særlig opmærksomhed under håndtering. Benyt kalibrator og kontroller ved hver kørsel for at validere analyseresultaterne. 1. Opret en præcis fordelings- og identifikationsplan for kalibrator, kontroller og patientr. 2. Forbered den fortyndede vaskeopløsning (R2) (se afsnit 7.2). 3. Tag transportbakken og strimlerne (R1) ud af beskyttelsesposen (se afsnit 7.2). 4. Fortynd kalibratoren (R4) og kontrollerne (R3 og R5) og patientrne (S1, S2 ) i individuelt identificerede glas med fortynder (R7) i forholdet 1:21: 15 µl og 300 µl fortynder. Bland de fortyndede r i Vortex-mixeren. 5. Følg den nedenfor angivne rækkefølge nøje, og tilfør hver brønd 200 µl fortyndet kalibrator, kontrol og patient: 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 A R3 S5 S13 B R4 S6 C R4 S7 D R5 S8 E S1 S9 F S2 S10 G S3 S11 H S4 S12 6. Dæk mikropladen med selvklæbende pladeforsegling, som presses fast ned mod pladen, så den slutter helt til overalt. Inkubér straks mikropladen i et termostatkontrolleret vandbad eller et varmeskab ved 37 1 C i 1 time 5 minutter. 7. Forbered konjugat-arbejdsopløsningen R6 (R6a+R6b) (se afsnit 7.2). 8. Fjern den selvklæbende pladeforsegling efter første inkubationsperiode. Sug indholdet af alle brønde op i en beholder til biologisk farligt affald (en beholder med natriumhypoklorit). Vask mikropladen 4 gange med 350 µl vaskeopløsning (R2). Vend mikropladen på hovedet, og dup den forsigtigt mod sugepapiret for at fjerne resterende væske. 9. Fordel straks 200 μl konjugat-arbejdsopløsning (R6) i alle brøndene. Opløsningen skal rystes forsigtigt før brug. 10. Dæk mikropladen med selvklæbende pladeforsegling, som presses fast ned mod pladen, så den slutter helt til overalt. Inkubér straks mikropladen i et termostatkontrolleret vandbad eller et varmeskab ved 37 1 C i 1 time 5 minutter. 11. Fjern den selvklæbende pladeforsegling efter anden inkubationsperiode. Sug indholdet af alle brønde op i en beholder til biologisk farligt affald (en beholder med natriumhypoklorit). Vask mikropladen 4 gange med 350 µl vaskeopløsning (R2). Vend mikropladen på hovedet, og dup den forsigtigt mod sugepapiret for at fjerne resterende væske. 12. Fordel hurtigt og i mørke 200 µl kromogenopløsning (R9) i hver brønd. Lad reaktionen foregå i mørke i 30 ± 5 minutter ved stuetemperatur (+18-30 C). Benyt ikke selvklæbende pladeforsegling til denne inkubation. 13. Stands enzymreaktionen ved at tilsætte 100 µl stopopløsning (R10) i hver brønd. Benyt samme rækkefølge og fordelingshastighed som for enzymsubstratet. 14. Tør undersiden af pladen omhyggeligt af. Aflæs den optiske densitet ved 450/620 nm ved hjælp af en mikropladelæser inden for 30 minutter efter standsning af reaktionen. Strimlerne skal opbevares i mørke før aflæsning. 15. Kontrollér, at der er overensstemmelse mellem aflæsningen og fordelingsplanen for pladen og rne, før resultaterne rapporteres. 8. BEREGNING OG FORTOLKNING AF RESULTATER 8.1 Beregning af cut-off-værdi (CO) Cut-off-værdien (CO) svarer til middelværdien af de optiske densiteter (OD) for cut-off-kontrolduplikaterne (R4): CO = gennemsnit af OD for R4. 8.2 Beregning af forhold Prøveresultatet udtrykkes i forhold ved brug af følgende formel: Prøveforhold = Prøves OD/CO
8.3 Kvalitetskontrol Medtag kalibratoren og kontrollerne for hver mikroplade og for hver kørsel, og analysér de opnåede resultater. Nedenstående kriterier skal opfyldes ved validering af analysen: Værdier for optisk densitet: - CO > 0,200-0,80 x CO < OD R4 gent. 1 < 1,20 x CO - 0,80 x CO < OD R4 gent. 2 < 1,20 x CO (Den enkelte OD for hver gentagelse af cut-off-kontrollen (R4) må ikke afvige mere end 20 % fra OD-værdien). Optisk densitetsforhold: - Forhold R3 (OD R3 / CO) < 0,50 - Forhold R5 (OD R5 / CO) > 1,60 Hvis kriterierne for kvalitetskontrollen ikke er opfyldt, skal testkørslen gentages. 8.4 Fortolkning af resultater Prøveforhold Resultat Fortolkning Forhold < 0,90 Negativ 0,90 forhold < 1,10 Tvivlsom Forhold 1,10 Positiv Prøven betragtes som ikke-reaktiv for tilstedeværelse af IgM-antistoffer mod CMV. Prøven betragtes som tvivlsom for tilstedeværelse af IgMantistoffer mod CMV. Resultatet skal bekræftes ved ny test af en anden udtaget mindst 3 uger efter den første. Prøven betragtes som positiv for tilstedeværelse af IgMantistoffer mod CMV. Ved mistanke om nylig infektion kan andre serologiske test, som fx måling af IgG-antistoffernes aviditet, være nyttig til diagnosebekræftelse. 8.5 Hjælp til fejlfinding Reaktioner, der ikke kan valideres eller gentages, skyldes ofte: Utilstrækkelig vask af mikroplader. Kontamination af negative r med serum eller plasma med en høj antistoftiter. Kontamination af enzymsubstratet med kemiske oxidationsmidler (blegemiddel, metalioner osv.) Kontamination af stopopløsning. 9. YDEEVNE Platelia CMV IgM-testens ydeevne blev evalueret på 2 undersøgelsessteder med i alt 824 r fra gravide kvinder og bloddonorer. 9.1 Prævalens Prævalensen af IgM-antistoffer mod CMV ved brug af Platelia CMV IgM blev anslået ud fra et panel bestående af 300 r fra gravide kvinder i Paris-området (Frankrig). 5 r var positive, hvad angår IgM-antistoffer mod CMV. Prævalensen målt med Platelia CMV IgM-analysen er derfor fastlagt til 1,7 % (5/300).
9.2 Specificitet Den relative specificitet blev anslået ud fra et panel bestående af 740 r fra 2 undersøgelsessteder i Frankrig fordelt på: 252 sera fra bloddonorer 488 sera fra gravide kvinder Resultaterne blev sammenlignet med de resultater, der var opnået med to kommercielt tilgængelige EIA-analyser, som fungerede som reference. Sted 1 Testet population / sted Antal sera Negativ Tvivlsom Positiv Specificitet Gravide kvinder 205 203 1 1 Bloddonorer 252 249 2 1 Sted 2 Gravide kvinder 283 282 0 1 I alt 740 734 3 3 Tvivlsomme resultater blev betragtet som positive i specificitetsberegningen. [IC 95 %] = 95 % konfidensinterval. 9.3 Sensitivitet 99,0 % [96,5% 99,9%] (203/205) 98,8 % [96,6% 99,7%] (249/252) 99,7 % [98,1% 100,0%] (282/283) 99,2 % [98,2% 99,7%] (734/740) Den relative sensitivitet blev anslået ud fra et panel bestående af 113 r fra 2 undersøgelsessteder i Frankrig fordelt på: 35 r fra 16 patienter, der udviste en kinetik forenelig med primær CMV-infektion (forsøgssted 2) 49 r fra 3 kommercielt tilgængelige serokonversionspaneler (forsøgssted 1) 29 enkeltr positive for IgM-antistoffer mod CMV (forsøgssted 1) Resultaterne blev sammenlignet med de resultater, der var opnået med to kommercielt tilgængelige EIA-analyser, som fungerede som reference. Blandt de 35 r fra primære CMV-infektioner blev der påvist IgM-antistoffer i 29 r ved hjælp af forskellige metoder. Alle disse 29 r havde IgG-antistoffer mod CMV med lav aviditet. 2 r blev konstateret positive for IgM-antistoffer mod CMV med referencetesten, men ikke med Platelia CMV IgM-analysen. Disse 2 r havde IgG-antistoffer mod CMV med en intermediær aviditet og svarede overens med r, der blev udtaget kort tid efter infektionens udbrud. De følgende resultater blev opnået med de 3 serokonversionspaneler: I et panel påviste Platelia CMV IgM-analysen IgM-antistoffer mod CMV 10 dage før referencetesten. I et panel fandt påvisningen af IgM-antistoffer mod CMV sted på samme tid (tvivlsom med referencetesten og positiv med Platelia CMV IgM) I et panel påviste Platelia CMV IgM-analysen IgM-antistoffer mod CMV 3 dage efter referencetesten (tvivlsom med referencetesten og negativ med Platelia CMV IgM). Endelig blev 28 ud af 29 enkeltr bekræftet positive med Platelia CMV IgM-analysen, og den resterende blev fundet tvivlsom. 9.4 Krydsreaktivitet Et panel bestående af 156 r, herunder 115 positive r for toksoplasmose, rubella, EBV, HSV, VZV, fåresyge, mæslinger og HIV samt 41 positive r for reumatoid faktor, autoantistoffer, heterofile antistoffer og fra patienter med myelom, blev testet med Platelia CMV IgM og en kommercielt tilgængelig EIA-analyse til screening for IgM-antistoffer mod CMV. Blandt disse r blev kun 2 konstateret positive med Platelia CMV IgM: 1 serum positivt for anti-rubella IgG og negativt med referencetesten, 1 serum med reumatoid faktor og overensstemmende med referencetesten. 9.5 Præcision Præcision inden for kørsel (repetérbarhed): Med henblik på at evaluere repetérbarheden inden for analysen blev tre positive r og en negativ testet 30 gange i løbet af den samme kørsel. Forholdet (ns OD/CO) blev bestemt for hver. Middelforholdet, standardafvigelsen (SD) og variationskoefficienten (% CV) for hver af de fire r er vist i tabellen nedenfor:
Præcision inden for kørsel (repetérbarhed) N=30 Negativ Lav positiv Positiv Høj positiv Forhold (ns OD/cut-off-værdi) Middel 0,11 1,13 1,90 3,75 SD 0,01 0,07 0,09 0,09 % CV 11,4 % 6,2 % 4,8 % 2,3 % Præcision mellem kørsler (reproducérbarhed): Med henblik på at evaluere reproducérbarheden mellem kørsler blev hver af de fire r (en negativ og tre positive r) testet i dobbelttest i to kørsler om dagen over en periode på 20 dage. Forholdet (ns OD/CO) blev bestemt for hver. Middelforholdet, standardafvigelsen (SD) og variationskoefficienten (% CV) for hver af de fire r er vist i tabellen nedenfor: Præcision mellem kørsler (reproducérbarhed) N=80 Negativ Lav positiv Positiv Høj positiv Forhold (ns OD/cut-off-værdi) Middel 0,18 1,06 1,76 3,28 SD 0,041 0,11 0,18 0,30 % CV 22,5 % 9,9 % 10,3 % 9,1 % 10. PROCEDURENS BEGRÆNSNINGER Diagnosen cytomegalovirus-infektion kan kun fastlægges på baggrund af en kombination af kliniske og biologiske data. Resultatet af en enkelt titreringstest af IgM-antistoffer mod CMV er ikke tilstrækkeligt bevis for diagnosen nylig infektion med cytomegalovirus. Diagnosticering af nylig infektion kan kun foretages ud fra komplette patientoplysninger, herunder kliniske og biologiske data (markant stigning i IgG-antistoffer mod CMV i 2 patientserumr taget med 3 ugers mellemrum og testet i samme kørsel, tilstedeværelse af anti-cmv IgM på et betydeligt niveau, påvisning af lav IgG-aviditet). Tilstedeværelse af IgM-antistoffer mod CMV er ikke tilstrækkeligt bevis for nylig infektion, da IgM kan forekomme i adskillige måneder eller endda år efter infektion. Hvis der påvises IgM, bør der udføres en kvantitativ påvisning af IgGantistoffer mod CMV samt foretages en opfølgning på udviklingen i anti-cmv-antistoffer i mindst én serum mere 3 uger senere. Hvis en testes for tidligt under en nylig primær infektion, er IgM-antistofferne mod CMV muligvis endnu ikke til stede. Hvis der er mistanke om infektion, bør der udtages endnu en ca. 3 uger senere, som derefter testes for IgM. 11. PRODUCENTENS KVALITETSKONTROL Alle producerede reagenser fremstilles i henhold til vores kvalitetssikringssystem, lige fra modtagelsen af råmaterialer til markedsføringen af slutproduktet. Hvert parti gennemgår kvalitetskontrol og frigives kun til salg, hvis det opfylder de foruddefinerede kvalitetskriterier. Dokumentation vedrørende produktion og kontrol af hvert parti opbevares hos Bio-Rad. 12. REFERENCER 1. Alford C.A., Stagno S., Pass R.F., Britt W.J. 1990. Congenital and perinatal cytomegalovirus infection. Rev. Infect. Dis. 12: S745-S753. 2. Demmler G.J. 1991. Summary of a workshop on surveillance for congenital cytomegalovirus disease. Rev. Infect. Dis. 13: 315-329. 3. Fowler K.B., Stagno S., Pass R.F., Britt W.J., Boll T.J., Alford C.A. 1990. The outcome of congenital and cytomegalovirus in relation to maternal antibody status. N. Engl. J. Med. 326: 663-667. 4. Gaytant M.A., Rours I.G., Steegers E.A., Galama J.M., Semmekrot B.A. 2003. Congenital cytomegalovirus infection after recurrent infection: case reports and review of the literature. Europ. J. Pediatr. 162: 248-253. 5. Grangeot-Keros L., Mayaux M.J., Lebon P., and al. 1997. Value of cytomegalovirus (CMV) IgG avidity index for the diagnosis of primary CMV infection in pregnant women. J. Infect. Dis. 175: 944-946.
6. Lazzarotto T., Guerra B., Spezzacatena P., Varani S., Gabrielli L., Pradelli P., Rumpianesi F., Banzi C., Bovicelli L., Landini M.P. 1998. Prenatal diagnosis of congenital cytomegalovirus infection. J. Clin. Microbiol. 36: 3540-3544. 7. Macé M., Sissoef L., Rudent A., Grangeot-Keros L. 2004. A serological testing algorithm for the diagnosis of primary CMV infection in pregnant women. Prenat. Diagn. 28: 861-863. 8. Munro S.C., Hall B., Whybin L.R., Leader L., Robertson P., Maine G.T., Rawlinson W.D. 2005. Diagnosis of and screening for cytomegalovirus infection in pregnant women. J. Clin. Microbiol. 43: 4713-4718. 9. Revello M.L., Gerna G. 2002. Diagnosis and management of human cytomegalovirus infection in the mother, fetus and newborn infant. Clin. Microbiol. Rev. 15: 680-715. 10. Stagno S., Pass R.F., Dworsky M.E., and al. 1982. Congenital cytomegalovirus infection: the relative importance of primary and recurrent maternal infections. N. Engl. J. Med. 306: 945-949.
Bio-Rad 3, boulevard Raymond Poincare 92430 Marnes-la-Coquette - France Tel. : +33 (0) 1 47 95 60 00 2013/11 Fax : +33 (0) 1 47 41 91 33 881139 www.bio-rad.com