PLATELIA CMV IgG 1 plade 96 72810 KVANTITATIV PÅVISNING AF IgG-ANTISTOFFER MOD CYTOMEGALOVIRUS I HUMANT SERUM ELLER PLASMA VED ENZYMIMMUNANALYSE 881140 2013/11 1. FORMÅL Platelia CMV IgG er en indirekte ELISA-immunanalyse til kvantitativ påvisning af IgG-antistoffer mod cytomegalovirus i humant serum eller plasma. 2. KLINISK VÆRDI Humant cytomegalovirus (CMV) er et virus, som findes overalt i alle geografiske områder af verden samt i alle socioøkonomiske grupper. CMV tilhører herpesvirusfamilien og overføres via biologiske væsker ved nærkontakt mellem personer (urin, spyt, modermælk, blod, tårer, sæd og vaginalsekreter). Efter infektion kan CMV forblive latent i kroppen på smittede personer i flere år og kan så reaktiveres og forårsage tilbagevendende infektioner med risiko for overførsel til andre personer. Primær infektion finder sted ad forskellige overførselsveje og på forskellige tidspunkter i livet (kongenit infektion, postnatal infektion). Efter latensfasen kan sekundær infektion ske enten via reinfektion med et eksogent virus eller via reaktivering af det latente virus. 50 til 85% af befolkningen smittes inden voksenalderen, men de fleste infektioner er uden symptomer. Kun 2% af patienterne har atypiske symptomer såsom feber, slaphed, muskel- eller ledsmerter. CMV-infektionen kan dog være alvorlig, hvis den rammer gravide kvinder, nyfødte eller personer med nedsat immunforsvar. Under graviditeten smittes 1 til 3% af kvinderne med CMV, og overførsel til fosteret gennem placenta ses hos 40 til 50% af patienterne. 95% af fosterinfektionerne er asymptomatiske, men i 5% af tilfældene er komplikationerne meget alvorlige: hepatosplenomegali, mikrocefali, hydrocephalus, præmaturitet, psykomotorisk udviklingshæmning og fosterdød. I 10% af de asymptomatiske infektionstilfælde får de nyfødte senfølger som hel eller delvis døvhed eller blindhed. Hos patienter med nedsat immunforsvar (AIDS-patienter, organtransplanterede, patienter med lymfoproliferativ sygdom eller cancer) knytter de alvorlige komplikationer sig til en dissemineret og/eller visceral infektion: splenomegali, chorioretinitis, hepatitis, pneumoni, myocarditis, encephalitis. Infektionen kan være letal for disse patienter. Få uger efter smitte med CMV fører immunresponsen til fremkomsten af specifikke IgM-antistoffer, hvilket nogle dage senere følges af fremkomsten af specifikke IgG-antistoffer. Den serologiske diagnosticering af CMV-infektion vises ved en serokonversion eller en markant stigning i IgG-antistoftiter. Påvisning af specifikke IgG-antistoffer mod CMV er nyttig til at diagnosticere primær infektion samt til at bestemme immunstatus hos patienten. 3. PRINCIP Platelia CMV IgG er en test til påvisning og titrering af IgG-antistoffer mod cytomegalovirus i humant serum eller plasma ved hjælp af en indirekte ELISA-enzymimmunmetode. Der er anvendt inaktivt CMV-antigen til coating af mikropladen. Et polyklonalt antistof mærket med peroxydase, som er specifikt for humane gammakæder (anti-igg), anvendes som konjugat. Testen omfatter følgende trin: Trin 1 Patientprøver og kalibratorer fortyndes 1/21 og fordeles derpå i brøndene på mikropladen. Der inkuberes i 1 time ved 37 C, hvorunder IgG-antistofferne mod CMV i prøven binder sig til belægningen med CMV-antigen i mikropladebrøndene. Efter inkubation fjernes ubundne nonspecifikke antistoffer og andre serumproteiner ved vask. Trin 2 Konjugatet (peroxydasemærket, polyklonalt antistof, der er specifikt for humane gammakæder) tilsættes i mikropladebrøndene. Der inkuberes i 1 time ved 37 C, hvorunder det mærkede polyklonale antistof binder sig til det serum-igg, der er fastholdt af CMV-antigenet. Efter endt inkubation fjernes det ubundne konjugat ved vask. Trin 3 Tilstedeværelsen af immunkomplekser (CMV-antigen, IgG-antistoffer mod CMV, anti-igg-konjugat) påvises ved tilsætning af et farveudviklende enzymsubstrat i hver brønd. 1
Trin 4 Efter inkubation ved stuetemperatur (+18-30 C) standses enzymreaktionen ved tilsætning af 1N-svovlsyreopløsning. Den aflæsning af optisk densitet, der opnås med et spektrofotometer indstillet til 450/620 nm, er proportional med mængden af IgG-antistoffer mod CMV i prøven. 4. PRODUKTOPLYSNINGER De leverede reagensmængder er afpasset, så de muliggør 96 test. Alle reagenser er udelukkende beregnet til in vitrodiagnosticering. Mærkning Reagenstype Præsentation R1 Microplate Mikroplade (brugsklar) 12 strimler med 8 aftagelige brønde, som er coatet med inaktiveret CMV-antigen R2 Concentrated Washing Solution (20x) Koncentreret vaskeopløsning (20x) Tris-NaCl-buffer (ph 7,4), 2% Tween 20 Konserveringsmiddel: 0,04% ProClin 300 R3 Calibrator 0 Kalibrator 0 Humant serum negativt for IgG-antistoffer mod CMV og negativt for HBs-antigen, anti-hiv1, anti-hiv2 og anti-hcv R4a Calibrator 0.4 Kalibrator 0,4 UA/ml Humant serum reaktivt for IgG-antistoffer mod CMV og negativt for HBs-antigen, anti-hiv1, anti-hiv2 og anti-hcv R4b Calibrator 1 Kalibrator 1 UA/ml Humant serum reaktivt for IgG-antistoffer mod CMV og negativt for HBs-antigen, anti-hiv1, anti-hiv2 og anti-hcv R4c Calibrator 4 Kalibrator 4 UA/ml Humant serum reaktivt for IgG-antistoffer mod CMV og negativt for HBs-antigen, anti-hiv1, anti-hiv2 og anti-hcv R4d Calibrator 10 Kalibrator 10 UA/ml Humant serum reaktivt for IgG-antistoffer mod CMV og negativt for HBs-antigen, anti-hiv1, anti-hiv2 og anti-hcv R6 Conjugate (51x) Konjugat (51x) Polyklonalt antistof fra geder mod humane gammakæder koblet til peroxydase fra peberrod Konserveringsmiddel: 0,16% ProClin 300 R7 Diluent Fortynder til prøver og konjugat (brugsklar) Tris-NaCl (ph 7,7), bovint albumin, glycerol, 0,1% Tween 20 og fenolrød R9 Chromogen TMB Kromogen (brugsklar) 3,3,5,5 tetramethylbenzidin (< 0,1%), H 2 O 2 (<1%) R10 Stopping Solution Stopopløsning (brugsklar) 1N-svovlsyreopløsning 1 1 x 70 ml 1 x 0,75 ml 1 x 0,75 ml 1 x 0,75 ml 1 x 0,75 ml 1 x 0,75 ml 1 x 0,7 ml 1 x 80 ml 1 x 28 ml 1 x 28 ml Opbevaringsbetingelser og udløbsdato fremgår af æsken. 5. ADVARSLER OG FORHOLDSREGLER Resultaternes pålidelighed afhænger af korrekt implementering af følgende regler for god laboratoriepraksis: Brug ikke reagenser efter udløbsdatoen. Undgå sammenblanding eller nogen form for forbindelse mellem reagenser fra forskellige partier i samme kørsel. BEMÆRK: Det gælder for vaskeopløsning (R2, etiketidentifikation: 20x, grøn), kromogen (R9, etiketidentifikation: TMB, turkisfarvet) og stopopløsning (R10, etiketidentifikation: 1N, rød), at det er muligt at anvende andre partier end de indeholdte i dette sæt under forudsætning af, at reagenserne er fuldstændig tilsvarende, og at samme parti anvendes i hele kørslen. 2
BEMÆRK: Desuden kan vaskeopløsningen (R2 identificiret 20x med grøn skrift på etiketten) blandes med en af de to andre vaskeopløsninger indeholdt i de forskellige Bio-Rad reagenskit (R2 identificiret 10x med blå skrift eller 10x med orangefarvet skrift på etiketten), når de rekonstitueres korrekt og på betingelse af at der kun bruges én blanding til et bestemt testforløb. Vent 30 minutter før brug, så reagenserne kan stabilisere sig ved stuetemperatur (+18-30 C). Rekonstituér eller fortynd reagenserne forsigtigt for at undgå kontaminering. Undgå at udføre testen i nærheden af reaktive dampe (syre, alkaliske dampe og aldehyddampe) eller støv, der kan påvirke konjugatets enzymaktivitet. Benyt engangsmateriale, eller hvis dette ikke er muligt, udstyr af glas, som er vasket grundigt og skyllet med deioniseret vand. Grundig vask af mikropladen er et afgørende trin i proceduren: Udfør det anbefalede antal vaske, og sørg for, at alle brønde bliver helt fyldt og derefter helt tømt. Ukorrekt vask kan føre til unøjagtige resultater. Undgå, at mikropladen bliver tør mellem vaskene og fordelingen af reagenserne. Benyt aldrig den samme beholder til at fordele konjugatet og enzymsubstratet. Enzymreaktionen er meget følsom over for metaller eller metalioner. Undgå derfor, at metalelementer kommer i berøring med de forskellige opløsninger med konjugat eller kromogen. Kromogenopløsningen (R9) bør være farveløs. Hvis farven bliver blå, kan reagenset ikke anvendes og skal udskiftes. Anvend en ny pipettespids til hver prøve. Kontrollér, at pipetterne og andet udstyr er i orden og fungerer korrekt. Sundheds- og sikkerhedsmæssige forholdsregler Materiale af human oprindelse, der er brugt til forberedelse af reagenser, er blevet testet og fundet ikke-reaktivt over for hepatitis B-overfladeantigen (HBsAg), antistoffer mod hepatitis C-virus (anti-hcv) samt antistoffer mod HIV 1 og HIV 2. Eftersom ingen metode kan give fuld garanti for fravær af smitsomme stoffer, skal reagenser af human oprindelse og patientprøver håndteres som potentielt smittefarlige: Alt materiale, herunder vaskeopløsninger, der kommer i direkte kontakt med prøver og reagenser, som indeholder materiale af human oprindelse, skal betragtes som potentielt smittefarligt. Brug engangshandsker ved håndtering af prøver og reagenser. Undlad at pipettere med munden. Undgå at spilde prøver eller opløsninger, der indeholder prøve. Spildte materialer skal skylles af med blegemiddel i en opløsning på 10%. Ved spild af syre skal syren først neutraliseres med natriumbikarbonat. Derefter skal der foretages rengøring med blegemiddel i en 10%-opløsning og aftørring med sugende papir. Det materiale, der anvendes til rengøringen, skal bortskaffes i en beholder til kontamineret affald. Patientprøver, reagenser med materiale af human oprindelse samt kontaminerede materialer og produkter skal dekontamineres før bortskaffelse: - enten ved nedsænkning i blegemiddel med en endelig koncentration på 5% natriumhypoklorit i 30 minutter - eller ved autoklavering ved 121 C i mindst to timer. ADVARSEL: Benyt ikke opløsninger, der indeholder natriumhypoklorit, i autoklaven. Undgå, at reagenserne kommer i kontakt med huden eller slimhinderne. Dette gælder også for de reagenser, der anses for ufarlige. Kemiske og biologiske rester skal håndteres og bortskaffes i henhold til god laboratoriepraksis. Alle reagenser i sættet er udelukkende beregnet til in vitro-diagnosticering. Se piktogrammet(merne), som er angivet på mærkaterne, og informationerne sidst i brugsanvisningen i forbindelse med farer og forholdsregler for kemiske komponenter i dette testsæt. Sikkerhedsdatabladet kan findes på www.biorad.com. 6. PRØVETAGNING, FORBEREDELSE OG OPBEVARING 1. Serum og plasma (EDTA, heparin eller citrat) anbefales som prøvetyper. 2. Bemærk følgende anbefalinger for håndtering, behandling og opbevaring af blodprøver: Tag alle blodprøver under overholdelse af de generelle forholdsregler vedrørende venepunktur. Lad serumprøver koagulere fuldstændigt, før de centrifugeres. Sørg for, at glassene altid holdes lukkede. Adskil serummet eller plasmaet fra koaglet eller de røde blodlegemer i et tæt tillukket opbevaringsglas efter centrifugeringen. Prøverne kan opbevares ved +2-8 C, hvis testen udføres inden for 7 dage. Hvis testen ikke udføres inden for 7 dage, eller hvis prøverne skal transporteres, skal de nedfryses til mindst -20 C. 3
Prøver, der har været optøet mere end fem gange, må ikke anvendes. Tidligere nedfrosne prøver bør omrøres grundigt (Vortex) efter optøning, før testen udføres. 3. Prøver, der indeholder op til 90 g/l albumin eller 100 mg/l ukonjugeret bilirubin, lipæmiske prøver, der indeholder, hvad der svarer til 36 g/l triolein (triglycerid), og hæmolyserede prøver, der indeholder op til 10 g/l hæmoglobin, påvirker ikke resultaterne. 4. Prøverne må ikke opvarmes. 7. ANALYSEPROCEDURE 7.1 Påkrævede materialer, der ikke medfølger Vortex-mixer. Mikropladelæser med filtre på 450 nm og 620 nm (*). Mikropladeinkubator, termostatindstillet til 37±1 C (*). Automatisk, halvautomatisk eller manuel mikropladevasker (*). Sterilt destilleret eller deioniseret vand. Engangshandsker. Beskyttelsesbriller. Sugende papir. Automatiske eller halvautomatiske, justerbare eller forudindstillede pipetter eller multipipetter til udmåling og dispensering af 10 1000 µl samt 1, 2 og 10 ml. Måleglas med en volumen på 25 ml, 50 ml, 100 ml og 1000 ml. Natriumhypoklorit (blegemiddel) og natriumbikarbonat. Beholder til biologisk farligt affald. Engangsreagensglas. (*) Kontakt vores tekniske afdeling for at få detaljerede oplysninger om det anbefalede udstyr. 7.2 Rekonstituering af reagenser R1: Lad mikropladen henstå ved stuetemperatur i 30 minutter (+18-30 C), før posen åbnes. Tag transportbakken ud, læg straks ubrugte teststrimler tilbage i posen, og kontrollér, at posen indeholder tørremiddel. Forsegl posen omhyggeligt, og opbevar den ved +2-8 C. R2: Fortynd vaskeopløsningen R2 i destilleret vand i forholdet 1:20, fx 50 ml R2 og 950 ml destilleret vand, for at få den brugsklare vaskeopløsning. Klargør 350 ml fortyndet vaskeopløsning til én plade med 12 strimler, hvis der foretages manuel vask. R3, R4a, R4b, R4c, R4d: Fortynd kalibratorerne i forholdet 1:21 med fortynderen R7 (fx 15 µl kalibrator + 300 µl R7). R6+R7: Konjugatet (R6) er koncentreret 51 gange og skal homogeniseres før anvendelse. Fortynd konjugatet med fortynderen R7 i forholdet 1:51. Til én plade fortyndes 0,5 ml konjugat (R6) med 25 ml fortynder (R7). Del disse mængder med 10 for at få den volumen, der er påkrævet til 1 strimmel. 7.3 Opbevaring og validitet af åbne og/eller rekonstituerede reagenser Sættet skal opbevares ved +2-8 C. Hvis opbevaring sker ved +2-8 C før åbning, kan hver komponent anvendes frem til udløbsdatoen, der fremgår af yderetiketten på sættet. R1: Efter åbning er strimlerne stabile i op til 8 uger, hvis de opbevares ved +2-8 C i den samme omhyggeligt lukkede pose (kontrollér, at posen indeholder tørremiddel). R2: Efter fortynding kan vaskeopløsningen gemmes i 2 uger ved +2-30 C. Når den koncentrerede vaskeopløsning opbevares ved +2-30 C, er den stabil indtil udløbsdatoen på etiketten, forudsat at der ikke forekommer kontamination. R3, R4a, R4b, R4c, R4d, R6, R7: Efter åbning og uden kontamination er reagenserne stabile i op til 8 uger ved opbevaring ved +2-8 C. R6+R7: Efter fortynding er konjugat-arbejdsopløsningen stabil i 8 timer ved stuetemperatur (+18-30 C) eller i 24 timer ved +2-8 C. R9: Efter åbning og uden kontamination er reagenset stabilt i op til 8 uger ved opbevaring ved +2-8 C. R10: Efter åbning og uden kontamination er reagenset stabilt indtil den angivne udløbsdato på etiketten ved opbevaring ved +2-8 C. 7.4 Procedure Følg analyseproceduren og reglerne for god laboratoriepraksis nøje. Lad reagenserne stabilisere sig ved stuetemperatur (+18-30 C), før de anvendes. Anvendelse af aftagelige brønde kræver særlig opmærksomhed under håndtering. Benyt alle kalibratorer ved hver kørsel for at validere analyseresultaterne. 4
1. Opret en præcis fordelings- og identifikationsplan for kalibratorer og patientprøver. 2. Forbered den fortyndede vaskeopløsning (R2) (se afsnit 7.2). 3. Tag transportbakken og strimlerne (R1) ud af beskyttelsesposen (se afsnit 7.2). 4. Fortynd kalibrator R3, R4a, R4b, R4c og R4d og patientprøverne (S1, S2 ) i individuelt identificerede glas med fortynder (R7) i forholdet 1:21: 15 µl prøve og 300 µl fortynder (R7)(se afsnit 7.2). Bland de fortyndede prøver i Vortex-mixeren. 5. Følg den nedenfor angivne rækkefølge nøje, og tilfør hver brønd 200 µl fortyndet kalibrator og patientprøve: 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 A R3 S4 S12 B R4a S5 C R4b S6 D R4c S7 E R4d S8 F S1 S9 G S2 S10 H S3 S11 6. Dæk mikropladen med selvklæbende pladeforsegling, som presses fast ned mod pladen, så den slutter helt til overalt. Inkubér straks mikropladen i et termostatkontrolleret vandbad eller et varmeskab ved 37 1 C i 1 time 5 minutter. 7. Forbered konjugat-arbejdsopløsningen (R6+R7) under den første inkubationsperiode (se afsnit 7.2). 8. Fjern den selvklæbende pladeforsegling efter første inkubationsperiode. Sug indholdet af alle brønde op i en beholder til biologisk farligt affald (en beholder med natriumhypoklorit). Vask mikropladen 4 gange med 350 µl vaskeopløsning (R2). Vend mikropladen på hovedet, og dup den forsigtigt mod sugepapiret for at fjerne resterende væske. 9. Fordel straks 200 μl konjugat-arbejdsopløsning (R6+R7) i alle brøndene. Opløsningen skal rystes forsigtigt før brug. 10. Dæk mikropladen med selvklæbende pladeforsegling, som presses fast ned mod pladen, så den slutter helt til overalt. Inkubér straks mikropladen i et termostatkontrolleret vandbad eller et varmeskab ved 37 1 C i 1 time 5 minutter. 11. Fjern den selvklæbende pladeforsegling efter anden inkubationsperiode. Sug indholdet af alle brønde op i en beholder til biologisk farligt affald (en beholder med natriumhypoklorit). Vask mikropladen 4 gange med 350 µl vaskeopløsning (R2). Vend mikropladen på hovedet, og dup den forsigtigt mod sugepapiret for at fjerne resterende væske. 12. Fordel hurtigt og i mørke 200 µl kromogenopløsning (R9) i hver brønd. Lad reaktionen foregå i mørke i 30 ± 5 minutter ved stuetemperatur (+18-30 C). Benyt ikke selvklæbende pladeforsegling til denne inkubation. 13. Stands enzymreaktionen ved at tilsætte 100 µl stopopløsning (R10) i hver brønd. Benyt samme rækkefølge og fordelingshastighed som for enzymsubstratet. 14. Tør undersiden af pladen omhyggeligt af. Aflæs den optiske densitet ved 450/620 nm ved hjælp af en mikropladelæser inden for 30 minutter efter standsning af reaktionen. Strimlerne skal opbevares i mørke før aflæsning. 15. Kontrollér, at der er overensstemmelse mellem aflæsningen og fordelingsplanen for pladen og prøverne, før resultaterne rapporteres. 8 BEREGNING OG FORTOLKNING AF RESULTATER 8.1 Oprettelse af standardkurven Der findes intet internationalt standardpræparat til måling af IgG-antistoffer mod CMV. Platelia CMV IgG-analysen er blevet standardiseret i forhold til det foreslåede internationale standardpræparat WHO 1995. Tilstedeværelse og koncentration af IgG-antistoffer mod CMV i en given prøve bestemmes ved at sammenligne prøvens optiske densitet (OD) med koncentrationen i arbitrære enheder pr. milliliter (AU/ml) for kalibratorerne i standardkurven. Standardkurven tegnes [OD = funktion (UA/ml)] ved at angive OD-aflæsningerne for kalibratorerne R3, R4a, R4b, R4c og R4d på den lodrette (Y) akse og derefter angive deres respektive koncentration i AU/ml på den vandrette (X) akse. Derefter beregnes anti-cmv IgG-antistoftiteren for hver prøve ved ud fra standardkurven at bestemme den koncentration, der modsvarer den målte optiske densitet. 5
8.2 Kvalitetskontrol Medtag alle kalibratorerne for hver mikroplade og for hver kørsel, og analysér de opnåede resultater. Nedenstående kriterier skal opfyldes ved validering af analysen: Værdier for optisk densitet: OD R4a 0,150 OD R4b 0,300 OD R4d > OD R4c Optisk densitetsforhold: OD R4a / OD R3 3,50 OD R4b / OD R4a 1,50 OD R4c / OD R4b 1,50 Hvis kriterierne for kvalitetskontrollen ikke er opfyldt, skal testkørslen gentages. 8.3 Fortolkning af resultater Anti-CMV antistoftiter (arbitrære enheder/ml) Resultat Fortolkning Titer < 0,25 UA/ml 0,25 UA/ml titer < 0,5 UA/ml Negativ Tvivlsom Et negativt eller tvivlsomt resultat er tegn på fravær af erhvervet immunitet, men udelukker ikke nylig infektion. Hvis der er mistanke om nylig infektion, bør der køres en anden prøve ca. to uger senere. Titer 0,5 UA/ml Positiv Et positivt resultat er normalt tegn på tidligere infektion. Nylig infektion kan dog ikke udelukkes, især hvis der er IgM-antistoffer mod CMV til stede. Ved mistanke om nylig infektion kan andre serologiske test, som fx måling af IgG-antistoffernes aviditet, være nyttig til diagnosebekræftelse. En højere titervariation kan ses ved koncentrationer over 4 AU/ml. Prøver med koncentrationer over den høje kalibrator i standardkurven kan fortyndes med fortynderen R7, så der opnås et resultat, der ligger inden for analysens linearitetsområde. I sådanne tilfælde fås den endelige koncentration ved at gange måleresultatet med fortyndingsforholdet. 8.5 Hjælp til fejlfinding Reaktioner, der ikke kan valideres eller gentages, skyldes ofte: Utilstrækkelig vask af mikroplader. Kontamination af negative prøver med serum eller plasma med en høj antistoftiter. Kontamination af enzymsubstratet med kemiske oxidationsmidler (blegemiddel, metalioner osv.) Kontamination af stopopløsning. 9 YDEEVNE Platelia CMV IgG-testens ydeevne blev evalueret på 2 undersøgelsessteder med i alt 1096 prøver fra gravide kvinder og bloddonorer. 9.1 Prævalens Prævalensen af IgG-antistoffer mod CMV ved brug af Platelia CMV IgG blev anslået ud fra et panel bestående af 300 prøver fra gravide kvinder i Paris-området (Frankrig). 145 prøver var positive, hvad angår IgG-antistoffer mod CMV. Prævalensen målt med Platelia CMV IgG-analysen er derfor fastlagt til 48,3% (145/300). 6
9.2 Specificitet Specificiteten blev anslået ud fra et panel bestående af 490 prøver fra 2 undersøgelsessteder i Frankrig fordelt på: 61 sera fra bloddonorer 429 sera fra gravide kvinder Resultaterne blev sammenlignet med de resultater, der var opnået med en kommercielt tilgængelig EIA-analyse, som fungerede som reference. Sted 1 Testet population / sted Antal sera Negativ Tvivlsom Positiv Specificitet Gravide kvinder 81 81 0 0 Bloddonorer 61 61 0 0 Sted 2 Gravide kvinder 348 348 0 0 I alt 490 490 0 0 [IC 95 %] = 95% konfidensinterval. 100,0% (81/81) [96,3%-100,0%] 100,0% (61/61) [95,2%-100,0%] 100,0% (348/348) [99,1%-100,0%] 100,0% (490/490) [99,4%-100,0%] 9.3 Sensitivitet Sensitiviteten blev anslået ud fra et panel bestående af 606 prøver fra 2 undersøgelsessteder i Frankrig fordelt på: 136 sera fra bloddonorer 470 sera fra gravide kvinder. Resultaterne blev sammenlignet med de resultater, der var opnået med en markedsført EIA-analyse, som fungerede som reference. Sted 1 Testet population / sted Antal sera Negativ Tvivlsom* Positiv Sensitivitet Gravide kvinder 123 0 2 121 Bloddonorer 136 3 1 132 Sted 2 Gravide kvinder 347 0 4 343 I alt 606 3 7 596 * Tvivlsomme resultater blev betragtet som negative i sensitivitetsberegningen. [IC 95 %] = 95% konfidensinterval. 98,4% (121/123) [94,2%-99,8%] 97,1% (132/136) [92,6%-99,2%] 98,8% (343/347) [97,1%-99,7%] 98,4% (596/606) [97,0%-99,2%] 9.4 Krydsreaktivitet Et panel bestående af 103 prøver, herunder 77 positive prøver for toksoplasmose, rubella, EBV, HSV, VZV, fåresyge, mæslinger og HIV samt 26 positive prøver for reumatoid faktor, autoantistoffer og heterofile antistoffer, blev testet med Platelia CMV IgG og en kommercielt tilgængelig EIA-analyse til screening for IgG-antistoffer mod CMV. Af disse prøver var de 37 negative og stemte overens med det EIA-sæt, der blev anvendt til sammenligning. Dette bekræfter fraværet af mulige krydsreaktioner. 7
9.5 Præcision Præcision inden for kørsel (repetérbarhed): Med henblik på at evaluere repetérbarheden inden for analysen blev tre positive prøver og en negativ prøve testet 30 gange i løbet af den samme kørsel. Koncentrationen (AU/ml) blev bestemt for hver positive prøve. Resultaterne for den negative prøve er udtrykt i forhold. Middelkoncentrationen og -forholdet, standardafvigelsen (SD) og variationskoefficienten (% CV) for hver af de fire prøver vises nedenfor i tabellen: Præcision inden for kørsel (repetérbarhed) N=30 Negativ prøve Lav positiv prøve Positiv prøve Høj positiv prøve Forhold (OD prøv. / OD R4a) Koncentration (AU/ml) Middel 0,11 1,87 3,53 4,78 SD 0,01 0,10 0,18 0,30 % CV 6,6% 5,1% 5,1% 6,3% Præcision mellem kørsler (reproducérbarhed): Med henblik på at evaluere reproducérbarheden mellem kørsler blev hver af de fire prøver (en negativ og tre positive prøver) testet i dobbelttest i to kørsler om dagen over en periode på 20 dage. Koncentrationen (AU/ml) blev bestemt for hver positive prøve. Resultaterne for den negative prøve er udtrykt i forhold. Middelkoncentrationen og -forholdet, standardafvigelsen (SD) og variationskoefficienten (% CV) for hver af de fire prøver vises nedenfor i tabellen: Præcision mellem kørsler (reproducérbarhed) N=80 Negativ prøve Lav positiv prøve Positiv prøve Høj positiv prøve Forhold (OD prøv. / OD R4a) Koncentration (AU/ml) Middel 0,10 1,44 3,10 4,22 SD 0,02 0,19 0,40 0,76 % CV 16,0% 13,4% 13,0% 18,0% 9.6 Linearitet Linearitetsområdet for Platelia CMV IgG-analysen blev defineret som værende mellem 0 og 4 AU/ml ud fra fortyndingsundersøgelser af 5 positive prøver. 10 PROCEDURENS BEGRÆNSNINGER Diagnosen cytomegalovirus-infektion kan kun fastlægges på baggrund af en kombination af kliniske og biologiske data. Resultatet af en enkelt titreringstest af IgG -antistoffer mod CMV er ikke tilstrækkeligt bevis for diagnosen nylig infektion med cytomegalovirus. 11 PRODUCENTENS KVALITETSKONTROL Alle producerede reagenser fremstilles i henhold til vores kvalitetssikringssystem, lige fra modtagelsen af råmaterialer til markedsføringen af slutproduktet. Hvert parti gennemgår kvalitetskontrol og frigives kun til salg, hvis det opfylder de foruddefinerede kvalitetskriterier. Dokumentation vedrørende produktion og kontrol af hvert parti opbevares hos Bio-Rad. 8
12 REFERENCER 1. Alford C.A., Stagno S., Pass R.F., Britt W.J. 1990. Congenital and perinatal cytomegalovirus infection. Rev. Infect. Dis. 12: S745-S753. 2. Demmler G.J. 1991. Summary of a workshop on surveillance for congenital cytomegalovirus disease. Rev. Infect. Dis. 13: 315-329. 3. Fowler K.B., Stagno S., Pass R.F., Britt W.J., Boll T.J., Alford C.A. 1990. The outcome of congenital and cytomegalovirus in relation to maternal antibody status. N. Engl. J. Med. 326: 663-667. 4. Gaytant M.A., Rours I.G., Steegers E.A., Galama J.M., Semmekrot B.A. 2003. Congenital cytomegalovirus infection after recurrent infection: case reports and review of the literature. Europ. J. Pediatr. 162: 248-253. 5. Grangeot-Keros L., Mayaux M.J., Lebon P., and al. 1997. Value of cytomegalovirus (CMV) IgG avidity index for the diagnosis of primary CMV infection in pregnant women. J. Infect. Dis. 175: 944-946. 6. Lazzarotto T., Guerra B., Spezzacatena P., Varani S., Gabrielli L., Pradelli P., Rumpianesi F., Banzi C., Bovicelli L., Landini M.P. 1998. Prenatal diagnosis of congenital cytomegalovirus infection. J. Clin. Microbiol. 36: 3540-3544. 7. Macé M., Sissoef L., Rudent A., Grangeot-Keros L. 2004. A serological testing algorithm for the diagnosis of primary CMV infection in pregnant women. Prenat. Diagn. 28: 861-863. 8. Munro S.C., Hall B., Whybin L.R., Leader L., Robertson P., Maine G.T., Rawlinson W.D. 2005. Diagnosis of and screening for cytomegalovirus infection in pregnant women. J. Clin. Microbiol. 43: 4713-4718. 9. Revello M.L., Gerna G. 2002. Diagnosis and management of human cytomegalovirus infection in the mother, fetus and newborn infant. Clin. Microbiol. Rev. 15: 680-715. 10 Stagno S., Pass R.F., Dworsky M.E., and al. 1982. Congenital cytomegalovirus infection: the relative importance of primary and recurrent maternal infections. N. Engl. J. Med. 306: 945-949. 9
10
Bio-Rad 3, boulevard Raymond Poincare 92430 Marnes-la-Coquette - France Tel. : +33 (0) 1 47 95 60 00 2013/11 Fax : +33 (0) 1 47 41 91 33 881140 www.bio-rad.com 11